Traumatology and Orthopedics of RussiaTraumatology and Orthopedics of RussiaТравматология и ортопедия России2311-29052542-0933Vreden National Medical Research Center of Traumatology and Orthopedics172510.17816/2311-2905-1725Theoretical and experimental studiesТеоретические и экспериментальные исследованияTheoretical and experimental studiesResearch ArticleMicrobiological Profile of the Implantation Zone under Different Mechanical Compression of Percutaneous ImplantsМикробиологический профиль зоны имплантации в условиях различной механической компрессии чрескожных имплантатов: экспериментальное исследованиеhttps://orcid.org/0000-0001-8516-857126024482600N-5847-20189345-8300StogovMaksim V.СтоговМаксим Валерьевич
Russian Federation

Dr. Sci. (Biol.)

д-р биол. наук

stogo_off@list.ruhttps://orcid.org/0000-0003-2890-359755963731500H-2378-20181151-7941EmanovAndrey A.ЕмановАндрей Александрович
Russian Federation

Cand. Sci. (Vet.)

канд. вет. наук

a_eman@list.ruhttps://orcid.org/0000-0001-8512-416556403259900ACV-8266-20222642-3640GoodovykhNatalia V.ГодовыхНаталья Викторовна
Russian Federation

junior researcher

младший научный сотрудник, отдел доклинических и лабораторных исследований

natalia_nvn@mail.ruhttps://orcid.org/0000-0002-5595-170657194208169L-5439-20159560-3360OvchinnikovEvgenyi N.ОвчинниковЕвгений Николаевич
Russian Federation

Cand. Sci. (Biol.)

канд. биол. наук

omu00@list.ruhttps://orcid.org/0000-0002-1322-608X44062153800AAF-1375-20207554-9130TushinaNatalia V.ТушинаНаталья Владимировна
Russian Federation

Cand. Sci. (Biol.)

канд. биол. наук

ntushina76@mail.ruhttps://orcid.org/0000-0001-8949-634557191966571AAE-8174-20207321-4466KuznetsovViktor P.КузнецовВиктор Павлович
Russian Federation

Dr. Sci. (Tech.)

д-р техн. наук

wpkuzn@mail.ruNational Ilizarov Medical Research Centre for Traumatology and OrtopaedicsФГБУ «Национальный медицинский исследовательский центр травматологии и ортопедии им. акад. Г.А. Илизарова» Минздрава РоссииUral Federal University named after the first President of Russia B.N. YeltsinФГАОУ ВО «Уральский федеральный университет им. первого Президента России Б.Н. Ельцина» Минобрнауки России300320222806202228238471301202210032022Copyright ©; 2022, Stogov M.V., Emanov A.A., Goodovykh N.V., Ovchinnikov E.N., Tushina N.V., Kuznetsov V.P.Copyright ©; 2022, Стогов М.В., Еманов А.А., Годовых Н.В., Овчинников Е.Н., Тушина Н.В., Кузнецов В.П.Copyright ©; 2022, Stogov M., Emanov A., Goodovykh N., Ovchinnikov E., Tushina N., Kuznetsov V.2022Stogov M.V., Emanov A.A., Goodovykh N.V., Ovchinnikov E.N., Tushina N.V., Kuznetsov V.P.Стогов М.В., Еманов А.А., Годовых Н.В., Овчинников Е.Н., Тушина Н.В., Кузнецов В.П.Stogov M., Emanov A., Goodovykh N., Ovchinnikov E., Tushina N., Kuznetsov V.https://creativecommons.org/licenses/by/4.0https://journal.rniito.org/jour/article/view/1725

Background. Infection of percutaneous implants in patients with limb amputation is the most common complication.

This study aimed to evaluate the microbiological contamination of the implantation zone depending on the implant mechanical compression under the conditions of the additional external fixation.

Methods. The study was performed on 36 male rabbits. The tibia of all the rabbits was sawn at the border of the upper and middle parts. The medullary canal was reamed and a percutaneous implant was placed in the tibial stump. The segment and the implant were fixed with an Ilizarov apparatus. An additional compression device was installed in 30 animals. We used 5 compression modes, accordingly, 6 experimental groups were formed, 6 animals in each: group 1 — without compression, group 2 — compression on the implant with force of 0.053 N/mm2, group 3 — compression on the implant with force of 0.105 N/mm2, group 4 — compression on the implant with force of 0.158 N/mm2, group 5 — compression on the implant with force of 0.211 N/mm2, group 6 — compression on the implant with force of 0.263 N/mm2. The restraint was removed 6 weeks after implantation for a total follow-up of 26 weeks. The microflora of the place where the implant enters the skin (the implant / skin interface) was investigated, the level of blood leukocytes and the level of C-reactive protein in blood serum were determined.

Results. On days 9-10 after implantation, significant differences in the microbial landscape were found at the site of the exit of the metal implant in animals of different groups. The largest number of strains was found in animals of groups 1, 5 and 6, the smallest in groups 2 and 3. The most frequently detected strains: S. saprophyticus and Enterococcus spp. It was found that the greatest statistically significant increase in the level of CRP in the blood serum was observed in animals of group 6. The level of leukocytes in animals of all groups did not change statistically significantly relative to preoperative values. Animals with better osseointegration (groups 2 and 3 — no cases of implant loss) showed a minimal number of growing strains.

Conclusions. The microbiological profile of the implantation zone of percutaneous implants changes depending on the amount of mechanical compression. The optimal mode is 0.053-0.105 N/mm2.

Актуальность. Инфицирование чрескожных имплантатов у пациентов с ампутациями конечностей является наиболее частым осложнением.

Цель исследования — оценка микробиологического обсеменения зоны имплантации в зависимости от механической компрессии имплантата в условиях его дополнительной внешней фиксации.

Материал и методы. Исследование выполнено на 36 самцах кроликов. Всем животным осуществляли распил большеберцовой кости на границе верхней и средней третей. Затем рассверливали костномозговой канал и устанавливали чрескожный имплантат в культю большеберцовой кости. Сегмент и имплантат фиксировали аппаратом Илизарова. Тридцати животным дополнительно устанавливали компрессионное устройство. Использовали 5 режимов компрессии, соответственно этому было сформировано 6 экспериментальных групп по 6 животных в каждой: группа 1 — без компрессии; группа 2 — компрессия на имплантат силой 0,053 Н/мм2; группа 3 — компрессия на имплантат силой 0,105 Н/мм2; группа 4 — компрессия на имплантат силой 0,158 Н/мм2; группа 5 — компрессия на имплантат силой 0,211 Н/мм2; группа 6 — компрессия на имплантат силой 0,263 Н/мм2. Удерживающее устройство демонтировали через 6 нед. после имплантации, общий период наблюдения составил 26 нед. Исследовали микрофлору места вхождения имплантата в кожу (интерфейс имплантат/кожа), определяли уровень лейкоцитов в крови и уровень С-реактивного белка в сыворотке крови.

Результаты. На 9–10-е сут. после имплантации в месте выхода металлического имплантата у животных разных групп обнаруживались существенные отличия микробного пейзажа. Наибольшее количество штаммов обнаружено у животных групп 1, 5 и 6; наименьшее — в группах 2 и 3. Наиболее часто обнаруживаемые штаммы — S. saprophyticus и Enterococcus spp. Наибольшее статистически значимое повышение уровня С-реактивного белка в сыворотке крови отмечалось у животных группы 6. Уровень лейкоцитов у животных всех групп статистически значимо не изменялся относительно дооперационных значений. У животных с лучшей остеоинтеграцией (в группах 2 и 3 не было случаев выпадения имплантатов) наблюдалось минимальное число растущих штаммов.

Заключение. Микробиологический профиль зоны имплантации в условиях различной механической компрессии чрескожных имплантатов изменяется в зависимости от величины нагрузок. Применение нагрузок в пределах 0,053–0,105 Н/мм2 лучше сказывается на приживаемости имплантатов и обсемененности зоны имплантации, чем отсутствие компрессии.

prostheticsosseointegrationimplantmicrofloracompressionIlizarov apparatusпротезированиеостеоинтеграцияимплантатмикробиологическое обсеменениекомпрессияаппарат ИлизароваZaid M.B., O’Donnell R.J., Potter B.K., Forsberg J.A. Orthopaedic osseointegration: state of the art. J Am Acad Orthop Surg. 2019;27(22):e977-985. doi: 10.5435/JAAOS-D-19-00016.Корюков А.А., Губин А.В., Кузнецов В.П., Борзунов Д.Ю., Антипов А.В., Овчинников Е.Н. и др. Возможности улучшения функции и косметики культей пальцев кисти методом оссеоинтеграции. Гений ортопедии. 2016;(4):22-28. doi: 10.18019/1028-4427-2016-4-22-28. Koriukov A.A., Gubin A.V., Kuznetsov V.P., Borzunov D.Iu., Antipov A.V., Ovchinnikov E.N. et al. [Possibilities of improving the function and esthetic appearance of finger stumps using the method of osseointegration]. Genij Ortopedii. 2016;(4):22-28. (In Russian). doi: 10.18019/1028-4427-2016-4-22-28.Branemark R., Berlin O., Hagberg K., Bergh P., Gunterberg B., Rydevik B. A novel osseointegrated percutaneous prosthetic system for the treatment of patients with transfemoral amputation: a prospective study of 51 patients. Bone Joint J. 2014;96-B(1):106-113. doi: 10.1302/0301-620X.96B1.31905.Hoyt B.W., Walsh S.A., Forsberg J.A. Osseointegrated prostheses for the rehabilitation of amputees (OPRA): results and clinical perspective. Expert Rev Med Devices. 2020;17(1):17-25. doi: 10.1080/17434440.2020.1704623.Reif T.J., Khabyeh-Hasbani N., Jaime K.M., Sheridan G.A., Otterburn D.M., Rozbruch S.R. Early experience with femoral and tibial bone-anchored osseointegration prostheses. JBJS Open Access. 2021;6(3):e21.00072. doi: 10.2106/JBJS.OA.21.00072.Diaz Balzani L., Ciuffreda M., Vadalà G., Di Pino G., Papalia R., Denaro V. Osseointegration for lower and upper-limb amputation a systematic review of clinical outcomes and complications. J Biol Regul Homeost Agents. 2020;34(4 Suppl. 3):315-326.Hebert J.S., Rehani M., Stiegelmar R. Osseointegration for lower-limb amputation: a systematic review of clinical outcomes. JBJS Rev. 2017;5(10):e10. doi: 10.2106/JBJS.RVW.17.00037.Ontario Health (Quality). Osseointegrated prosthetic implants for people with lower-limb amputation: a health technology assessment. Ont Health Technol Assess Ser. 2019;19(7):1-126. Available from: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC6939984/.Calabrese G., Franco D., Petralia S., Monforte F., Condorelli G.G., Squarzoni S. et al. Dual-functional nano-functionalized titanium scaffolds to inhibit bacterial growth and enhance osteointegration. Nanomaterials (Basel). 2021;11(10):2634. doi: 10.3390/nano11102634.Fischer N.G., Chen X., Astleford-Hopper K., He J., Mullikin A.F., Mansky K.C. et al. Antimicrobial and enzyme-responsive multi-peptide surfaces for bone-anchored devices. Mater Sci Eng C Mater Biol Appl. 2021;125:112108. doi: 10.1016/j.msec.2021.112108.Song Y.W., Paeng K.W., Kim M.J., Cha J.K., Jung U.W., Jung R.E. et al. Secondary stability achieved in dental implants with a calcium-coated sandblasted, large-grit, acid-etched (SLA) surface and a chemically modified SLA surface placed without mechanical engagement: A preclinical study. Clin Oral Implants Res. 2021;32(12):1474-1483. doi: 10.1111/clr.13848.Wang X., Ning B., Pei X. Tantalum and its derivatives in orthopedic and dental implants: osteogenesis and antibacterial properties. Colloids Surf B Biointerfaces. 2021;208:112055. doi: 10.1016/j.colsurfb.2021.112055.Li Y., Branemark R. Osseointegrated prostheses for rehabilitation following amputation: the pioneering Swedish model. Unfallchirurg. 2017;120(4):285-292. doi: 10.1007/s00113-017-0331-4.Thesleff A., Branemark R., Hakansson B., Ortiz-Catalan M. Biomechanical characterisation of bone-anchored implant systems for amputation limb prostheses: a systematic review. Ann Biomed Eng. 2018;46(3): 377-391. doi: 10.1007/s10439-017-1976-4.Branemark R.P., Hagberg K., Kulbacka-Ortiz K., Berlin O., Rydevik B. Osseointegrated percutaneous prosthetic system for the treatment of patients with transfemoral amputation: a prospective five-year follow-up of patient-reported outcomes and complications. J Am Acad Orthop Surg. 2019;27(16):e743-e751. doi: 10.5435/JAAOS-D-17-00621.Meric G., Mageiros L., Pensar J., Laabei M., Yahara K., Pascoe B. et al. Disease-associated genotypes of the commensal skin bacterium Staphylococcus epidermidis. Nature Communications. 2018;9(1):5034. doi: 10.1038/s41467-018-07368-7.Zaborowska M., Tillander J., Branemark R., Hagberg L., Thomsen P., Trobos M. Biofilm formation and antimicrobial susceptibility of staphylococci and enterococci from osteomyelitis associated with percutaneous orthopaedic implants. J Biomed Mater Res Part B. 2017;105(8):2630-2640. doi: 10.1002/jbm.b.33803.Tillander J., Hagberg K., Berlin O., Hagberg L., Branemark R. Osteomyelitis risk in patients with transfemoral amputations treated with osseointegration prostheses. Clin Orthop Relat Res. 2017;475(12):3100-3108. doi: 10.1007/s11999-017-5507-2.Egert M., Simmering R., Riedel C.U. The association of the skin microbiota with health, immunity, and disease. Clin Pharmacol Ther. 2017;102(1):62-69. doi: 10.1002/cpt.698.Dantas T., Padrao J., da Silva M.R., Pinto P., Madeira S. et al. Bacteria co-culture adhesion on different texturized zirconia surfaces. J Mech Behav Biomed Mater. 2021;123:104786. doi: 10.1016/j.jmbbm.2021.104786.Pääkkönen M., Kallio M.J., Kallio P.E., Peltola H. C-reactive protein versus erythrocyte sedimentation rate, white blood cell count and alkaline phosphatase in diagnosing bacteraemia in bone and joint infections. J Paediatr Child Health. 2013;49(3):E189-192. doi: 10.1111/jpc.12122.Гаюк В.Д., Клюшин Н.М., Бурнашов С.И. Воспаление мягких тканей вокруг чрескостных элементов и спицевой остеомиелит: литературный обзор. Гений ортопедии. 2019;25(3):407-412. doi: 10.18019/1028-4427-2019-25-3-407-412. Gayuk V.D., Kliushin N.M., Burnashov S.I. [Pin site soft tissue infection and osteomyelitis: literature review]. Genij Ortopedii. 2019;25(3):407-412. (In Russian). doi: 10.18019/1028-4427-2019-25-3-407-412.Overmann A.L., Aparicio C., Richards J.T., Mutreja I., Fischer N.G., Wade S.M. et al. Orthopaedic osseointegration: Implantology and future directions. J Orthop Res. 2020;38(7):1445-1454. doi: 10.1002/jor.24576.Lenneras M., Tsikandylakis G., Trobos M., Omar O., Vazirisani F., Palmquist A. et al. The clinical, radiological, microbiological, and molecular profile of the skin-penetration site of transfemoral amputees treated with bone-anchored prostheses. J Biomed Mater Res A. 2017;105(2):578-589. doi: 10.1002/jbm.a.35935.Gristina A.G. Biomaterial-centered infection: microbial adhesion versus tissue integration. Science. 1987;237(4822):1588-1595. doi: 10.1126/science.3629258.Pilz M., Staats K., Tobudic S., Assadian O., Presterl E., Windhager R. et al. Zirconium nitride coating reduced staphylococcus epidermidis biofilm formation on orthopaedic implant surfaces: an in vitro study. Clin Orthop Relat Res. 2019;477(2):461-466. doi: 10.1097/CORR.0000000000000568.Rochford E.T., Subbiahdoss G., Moriarty T.F., Poulsson A.H., van der Mei H.C., Busscher H.J. et al. An in vitro investigation of bacteria-osteoblast competition on oxygen plasma-modified PEEK. J Biomed Mater Res A. 2014;102(12):4427-4434. doi: 10.1002/jbm.a.35130.Subbiahdoss G., Kuijer R., Busscher H., van der Mei H. Mammalian cell growth versus biofilm formation on biomaterial surfaces in an in vitro post-operative contamination model. Microbiology. 2010;156 (Pt 10):3073-3078. doi: 10.1099/mic.0.040378-0.Campoccia D., Testoni F., Ravaioli S., Cangini I., Maso A., Speziale P. et al. Orthopedic implant infections: incompetence of Staphylococcus epidermidis, Staphylococcus lugdunensis, and Enterococcus faecalis to invade osteoblasts. J Biomed Mater Res A. 2016;104(3):788-801. doi: 10.1002/jbm.a.35564.Stracquadanio S., Musso N., Costantino A., Lazzaro L.M., Stefani S., Bongiorno D. Staphylococcus aureus internalization in osteoblast cells: mechanisms, interactions and biochemical processes. What did we learn from experimental models? Pathogens. 2021;10(2):239. doi: 10.3390/pathogens10020239.Hinton P.V., Rackard S.M., Kennedy O.D. In vivo osteocyte mechanotransduction: recent developments and future directions. Curr Osteoporos Rep. 2018;16(6):746-753. doi: 10.1007/s11914-018-0485-1.Maycas M., Esbrit P., Gortázar A.R. Molecular mechanisms in bone mechanotransduction. Histol Histopathol. 2017;32(8):751-760. doi: 10.14670/HH-11-858.Somemura S., Kumai T., Yatabe K., Sasaki C. Fujiya H., Niki H. et al. Physiologic mechanical stress directly induces bone formation by activating glucose transporter 1 (GLUT 1) in osteoblasts, inducing signaling via NAD+-dependent deacetylase (Sirtuin 1) and Runt-Related Transcription Factor 2 (Runx2). Int J Mol Sci. 2021;22(16):9070. doi: 10.3390/ijms22169070.Солдатов Ю.П., Стогов М.В., Овчинников Е.Н., Губин А.В., Городнова Н.В. Аппарат внешней фиксации конструкции Г.А. Илизарова. Оценка клинической эффективности и безопасности (обзор литературы). Гений ортопедии. 2019;25(4):588-599. doi: 10.18019/1028-4427-2019-25-4-588-599. Soldatov Yu.P., Stogov M.V., Ovchinnikov E.N., Gubin A.V., Gorodnova N.V. [Evaluation of clinical efficacy and safety of the Ilizarov apparatus for external fixation (literature review)]. Genij Ortopedii. 2019;25(4):588-599. (In Russian). doi: 10.18019/1028-4427-2019-25-4-588-599.